Нейрохимия опиатной наркомании

Региональный медицинский лечебно-диагностический центр "Бехтерев", 196083 Санкт-Петербург, ул. Корабельная, 6. Тел. (812) 183-9357, факс (812) 328-1324, E-mail: psycho@narcom.ru

Ключевые слова: опиаты, наркомания, нейрохимия, трансдукторные системы, геном, экспрессия, толерантность, пристрастие, абстинентный синдром.

Введение

В патогенезе опиатной наркомании значительную роль играют нарушения взаимодействия нейромедиаторных систем [1, 2, 3, 4]. Это касается практически всех изученных к настоящему времени нейротрансмиттеров: опиоидов, дофамина, норадреналина, серотонина, глутаминовой кислоты, ГАМК, глицина и т.д. Сдвиги в системах нейропередачи имеют непосредственное отношение к формированию феномена пристрастия, абстинентного синдрома, толерантности. В практическом плане существующая ныне фармакотерапия опиатной наркомании во многом направлена на коррекцию нарушенных связей между нейромедиаторными системами [5, 6, 7, 8, 9, 10]. Основными средствами, имеющимися в арсенале современной наркологии, по-прежнему считаются анальгетики, нейролептики, транквилизаторы, ноотропы, блокаторы кальциевых каналов, адренотропные средства, антидепрессанты [1, 3, 5, 11].

Считается, что аддиктивный потенциал наркотических средств реализуется не только на уровне синаптической передачи, но включает также изменения систем вторичных месенджеров и даже генома [12]. С этой точки зрения вполне понятны попытки исследователей использовать не только синаптотропные фармакологические препараты, но и средства, модулирующие системы вторичных посредников. В данном контексте показательны успехи отечественных наркологов, предложивших использовать в фармакотерапии опиатной наркомании блокаторы кальциевых каналов [12].

Итак, нарушения взаимодействия нейромедиаторных систем могут считаться начальным звеном патогенеза опиатной наркомании. Они же являются мишенью фармакотерапии при лечении абстинентного синдрома и в период поддержания ремиссии. В данном обзоре предпринята попытка обобщить некоторые нейрохимические аспекты опиатной наркомании: функционирование опиоидных нейромедиаторных систем, нейрохимические основы толерантности и зависимости, состояние систем вторичных месенджеров и генома при наркомании.

I. Опиоидные рецепторы

Опиоиды (эндорфины, энкефалины и динорфины) относятся к числу пептидных нейротрансмиттеров. Важным элементом опиоидной нейромедиаторной системы являются соответствующие рецепторы. Предположения о наличии опиоидных рецепторов (ОР) высказаны еще в середине 50-х гг. 20-го столетия. В 70-х годах выделены эндогенные лиганды ОР эндорфины, энкефалины и динорфины. В первой половине 90-х гг. осуществлено клонирование рецепторов [13, 14, 15, 16].

Первоначальное обозначение классов ОР мю, каппа и дельта в основном определялось названием определенного лиганда. Так, мю-рецепторы обозначены в соответствии с высоким сродством к агонисту морфину, каппа-рецепторы чувствительны к кетоциклазоцину. Подобные обозначения не отражали сродства рецепторов к их эндогенным лигандам. Как результат - наличие нескольких классификаций ОР (табл.1).

Опиоидные рецепторы относятся к семейству метаботропных, т. е. передача информации внутрь нейрона после связывания с агонистом осуществляется путем модуляции различных систем вторичных месенджеров, в первую очередь аденилатциклазной [18, 19]. Есть сведения о наличии мест специфического связывания опиоидов в пределах кальциевых каналов [19, 20], а также об их способности влиять на обмен калия и натрия [19, 20, 21].

Рис. 1. Схема опиоидного рецептора [21, 27], с дополнениями.
Примечания: темными кружками обозначены аминокислоты, подвергающиеся фосфорилированию посредством цАМФ-зависимых протеинкиназ и протеинкиназы С;
стрелки - места возможного гликозилирования.

Полипептидная цепь опиоидных рецепторов семь раз пронизывает нейрональную мембрану. Соответственно, трансмембранные участки обозначают ТМ-1 - ТМ-7. Трансмембранные домены ассоциированы с гуаниннуклеотидсвязывающими белками - G-белками. NH₂-терминаль, экстрацеллюлярные петли и верхушка ТМ-4 являются участками связывания агонистов и антагонистов. Однако для каждого рецептора участки рецептирования лигандов различны: в дельта-рецепторах это третья экстрацеллюлярная петля, в мю-рецепторах - первая и третья экстрацеллюлярные петли, в каппа-рецепторах - 2-я экстрацеллюлярная петля и верхушка ТМ-4 [19, 21, 22]. Пока остается открытым вопрос о ключевых аминокислотных остатках, участвующих в рецептировании. Решение этой проблемы обеспечивает дальнейший прогресс в разработке новых фармакологических средств. Основным направлением таких исследований остается клонирование мутантных форм опиоидных

Таблица 1
Классификация опиоидных рецепторов, рекомендуемая Международным Союзом фармакологов (IUPHAR) [17]

Примечания: _* - номер класса отражает динамику исследований по клонированию рецепторов: ОР₁ клонированы раньше, чем ОР₂ и ОР₃;

в современной научной литературе опиоидные рецепторы наиболее часто обозначают первоначальными аббревиатурами: мю, дельта и каппа; самостоятельность других классов опиоидных рецепторов (эпсилон, кси и ламбда) к настоящему времени признается не всеми исследователями рецепторов[22, 23, 24, 25, 26].

C-терминаль и интрацеллюлярные петли имеют несколько участков для фосфорилирования с помощью протеинкиназ, регулируемых циклическим аденозинмонофосфатом (цАМФ) и протеинкиназой С (рис. 1).

Наиболее изученными путями трансдукции интрацеллюлярного сигнала с участием опиоидных рецепторов являются модуляция активности аденилатциклазы, фосфолипазы С, потенциалзависимых кальциевых каналов и калиевых каналов. Все названные пути передачи информации предполагают участие G-белков (рис. 2).

Рис. 2. Схема взаимодействия G-белка с опиоидным рецептором (цикл G-белка) [18]. Объяснения в тексте.

G-белок - гетеромерный белок, ассоциированный с мембраной. Он включает альфа-, бета- и гамма-субъединицы. В покое все три субъединицы связаны между собой, а альфа-субъединица взаимодействует с гуанозиндифосфатом (ГДФ). После рецептирования агониста облегчается связывание опиоидного рецептора с G-белком. Далее ГДФ заменяется на гуанозинтрифосфат (ГТФ) в альфа-субъединице, а весь комплекс G-белка диссоциирует на два фрагмента: "альфа" и "бета-гамма". Свободные субъединичные комплексы способны взаимодействовать с эффекторами аденилатциклазой, фосфолипазой С, калиевыми и кальциевыми каналами.

альфа-Субъединица, обладающая внутренней ГТФ-азной активностью, гидролизует ГТФ до ГДФ после взаимодействия с эффектором. При этом каталитическая активность субъединицы теряется, она диссоциирует из комплекса с эффектором. В последующем происходит реассоциация всех субъединиц, и система возвращается в исходное состояние [18].

Гуаниннуклеотидсвязывающие белки отличаются гетерогенностью, что, в свою очередь, определяется множественностью изоформ входящих в их состав субъединиц. Например, идентифицированы 16 типов альфа-субъединицы, 7 – бета- и 5 - гамма-субъединицы. Эффекторы, с которыми взаимодействуют G-белки, также неоднородны. Так, существует не менее десяти разновидностей аденилатциклазы [18]. Все это предопределяет множественность путей трансдукции, медиируемых G-белками.

Вторым по значимости путем передачи внутриклеточного сигнала при активации опиоидных рецепторов следует считать фосфатидилинозитидный или инозитолфосфатный цикл. Фосфоинозитиды являются важнейшими компонентами нейрональной мембраны. Стимуляция опиоидных рецепторов приводит к активации фосфолипазы С через гуаниннуклеотидсвязывающий белок. Фосфолипаза С индуцирует гидролиз фосфатидил-4,5-дифосфата (трифосфоинозитид). При этом образуется 2 важнейших продукта - диацилглицерол и инозитол-1,4,5-трифосфат (рис. 3). Оба вещества считаются вторичными мессенджерами. Диацилглицерол является мощным эндогенным активатором протеинкиназы С. Этот фермент, также как и циклонуклеотидзависимые протеинкиназы, фосфорилирует регуляторные белки и тем самым изменяет физиологическую активность клетки. Инозитол-1,4,5-трифосфат стимулирует выброс кальция из внутриклеточных депо. Кальций, являющийся вторичным мессенджером, оказывает влияние на активность клетки через систему кальций-кальмодулинзависимых протеинкиназ.

Краткая характеристика опиоидных рецепторов.

Рецепторы типа ОР₁ (дельта-рецепторы). Доказано существование минимум двух подтипов ОР₁: дельта₁- и дельта₂-рецепторы (ОР_1А и ОР_1В). Эндогенными лигандами ОР₁ являются лей- и метэнкефалины, предшественником которых является проэнкефалин А [17, 19, 28, 29]. Синтетические лиганды этих рецепторов - BW373U86 и SNC80 (агонисты), а также ICI154.129, ICI174.864, калтриндол, TIPP, TIPP(пси) (антагонисты). Плотность ОР₁ в головном мозге млекопитающих значительно ниже в сравнении опиатными рецепторами других типов. Их преимущественная локализация - обонятельные луковицы, стриатум, неокортекс и прилежащее ядро. Концентрация ОР₁ в стволе, таламусе и гипоталамусе существенно ниже [17]. ОР₁-рецепторы участвуют в регуляции многих физиологических процессов: болевой чувствительности (в том числе и на спинальном уровне), когнитивных функций, настроения, зрения, дыхания, двигательной активности. Показано вовлечение ОР₁-рецепторов в ингибирование эвакуаторной функции кишечника.

Рецепторы типа ОР₂ (каппа-рецепторы). Существует не менее трех подтипов каппа-рецепторов: каппа₁-, каппа₂- и каппа₃-рецепторы. Наиболее изученными считаются каппа₁-рецепторы. Возможно, имеется лишь один сайт этих рецепторов, меняющий свою аффинность в зависимости от особенностей взаимодействия с G-белками. Предшественником эндогенных агонистов каппа-рецепторов динорфинов А и Б является продинорфин. К агонистам относятся также кетоциклазоцин, этилкетоциклазоцин, бремазоцин, бензодиазепин тифлуадом. Среди антагонистов данных рецепторов наибольшее сродство проявляет норбиналторфимин.

ОР₂-рецепторы вовлечены в регуляцию нейроэндокринной секреции, диуреза, ноцицепции, потребления пищи. Они обнаружены также на иммунокомпетентных клетках [30, 31]. Следует отметить, что в фармакологическом плане наблюдаются реципрокные отношения между мю- и каппа-опиоидными рецепторами [32, 33].

мю-опиоидные рецепторы (ОР₃-рецепторы). Наиболее изученный тип. Как и в случае каппа-рецепторов, подразделение на 2 подтипа не может считаться вполне доказанным, так как это может быть одна популяция рецепторов, ассоциированная с различными G-белками [17]. Эндорфины, эндогенные агонисты мю-рецепторов, образуются путем протеолитической деградации предшественника проопиомеланокортина. В ткани мозга обнаружен также эндогенный морфин, являющийся частичным агонистом мю-рецепторов. Кроме морфина, агонистами этих рецепторов являются фентанил, суфентанил, оментанил, аналог мет-энкефалина FK 33.824, а также пептиды DAMGO, DAGO, DAGOL. К антагонистам относят налоксон, налтрексон, налоксазон, налоксоназин и др.

Плотность мю-рецепторов в зависимости от структуры головного мозга выглядит следующим образом: стриатум > неокортекс > таламус > прилежащее ядро > гиппокамп > миндалина. Выявляются они в задних рогах спинного мозга. Менее богаты мю-рецепторами околопроводное серое вещество и ядра шва. Очень низка их плотность в гипоталамусе. Большую группу составляют периферические мю-рецепторы.

Рис. 3. Упрощенная схема фосфатидилинозитидного цикла [18].

Среди функций, регулируемых ОР₃-рецепторами, следует отметить ноцицепцию, дыхание, память, обучение, секрецию нейрогормонов, сократительную активность кишечника и другие (см. обзор [17]).

В конце 1995 г. сформировалось представление о наличии особой пептидергической нейромедиаторной системы, передача в которой осуществляется с участием нейропептида ноцицептина или орфанина FQ. По структуре и функциям орфановые рецепторы очень близки к опиоидным, поэтому их нередко называют ORL-1 рецепторами (opioid receptor like-1) [34, 35, 36]. Идентичность по аминокислотам у рецепторов ORL-1 в сравнении с опиоидными рецепторами достигает 63-65%. Наибольшая гомология - с каппа опиоидными рецепторами [35]. Орфановый рецептор мыши состоит из 367 аминокислотных остатков, а человека - из 370. В ЦНС млекопитающих ORL-1-рецепторы расположены во многих структурах: в миндалине, гиппокампе, ножке эпифиза, перегородке, гипоталамусе, стволе головного мозга (голубое пятно, парабрахиальные ядра, дорсальные ядра шва), в стриатуме, мозжечке, в дорсальных и вентральных рогах спинного мозга. Обнаружены ORL-1-рецепторы и в периферических тканях, в том числе на клетках иммунной системы [35].

Эндогенный лиганд ORL-1-рецепторов ноцицептин/орфанин FG состоит из 17 аминокислотных остатков, что соответствует длине лиганда каппа-рецепторов динорфина А. Ноцицептин значительно короче бета-эндорфина, но длиннее мет- и лей-энкефалинов. Передача сигнала рецепторами ORL-1 осуществляется с участием сопряженных G-белков посредством модуляции активности аденилатциклазы, тока К⁺ внутрь клетки и потенциалзависимых кальциевых каналов[34, 35]. Особо чувствительны к возбуждению ORL-1-рецепторов кальциевые каналы N-типа (регулируют экзоцитоз нейротрансмиттеров).

Доказано участие рецепторов ORL-1 в регуляции процессов ноцицепции (гиперальгезия), памяти и обучения, внимания, эмоций, локомоции, нейроэндокринной секреции, зрения, вкуса, потребления пищи, сокращения гладкой мускулатуры, иммуногенеза [35]. Появляются сообщения об участии ноцицептина и его рецепторов в формировании толерантности к опиатам [37].

Как известно, одним из основных компонентов формирования пристрастия является активация церебральной системы вознаграждения (reward system). Центральное звено этой системы - дофаминергические нейроны А10 вентральной области покрышки (ventral tegmental area) и проекции этих нейронов в прилежащее ядро (nucleus accumbens) и в префронтальную кору [3, 38]. Тоническая активация системы вознаграждения медиируется высвобождающимся в прилежащем ядре дофамином через D₁- и, возможно, через D₂-рецепторы (рис. 4). К нейроанатомическим субстратам системы награды относят также голубое пятно, миндалину, околопроводное серое вещество, латеральный гипоталамус, шов, бледный шар [3, 38, 39, 40, 41, 42].

В регуляции функциональной активности ДА-ергической мезолимбической системы вознаграждения принимают участие опиоидные рецепторы всех трех типов. мю- и дельта-Опиоиды активируют ДА-ергические нейроны А10 вентральной области покрышки опосредованно - посредством блокирования тормозных ГАМК-интернейронов (рис. 4). При этом усиливается базальная секреция дофамина в nucleus accumbens, и активируется система вознаграждения [38, 39, 40]. Каппа-рецепторы тормозят экзоцитоз дофамина в прилежащем ядре (пресинаптическое торможение). Подавление выброса дофамина в nucleus accumbens сопровождается развитием синдрома отмены (дисфория, тревожность и др.). Такие эффекты вызывают каппа-агонисты. Активация ДА-ергической мезолимбической системы награды связана с мю- и дельта₁-опиоидными рецепторами, а дельта₂-агогнисты могут инициировать эффекты вознаграждения и без участия дофаминовой нейротрансмиссии [43]. Считается, что дофаминергический мезолимбический путь - общая мишень для веществ, влияющих на мотивации (аддиктивные или наркогенные агенты) [12, 35, 39, 40].

II. Системы вторичных мессенджеров при опиатной наркомании. Нейрохимические проблемы толерантности и абстинентного синдрома

Модуляция систем вторичных передатчиков при хронической опиатной интоксикации имеет прямое отношение к формированию толерантности и абстинентного синдрома. Наиболее изучены изменения системы цАМФ, фосфоинозитидного каскада, кальциевого гомеостаза и обмена оксида азота (NO) [12, 18, 44, 45].

Негативные отношения между опиатами/опиоидами и аденилатциклазной системой первоначально показаны на клеточных культурах (см. обзоры [18, 19]). Как оказалось, эти процессы требуют присутствия Na⁺ и гуанозинтрифосфата (ГТФ). Торможение аденилатциклазы опиоидными рецепторами осуществляется через G-белки. Длительное воздействие опиатами сопровождается изменением активности как самой аденилатциклазы, так и сдвигами сопряженных систем: G-белков, протеинкиназ. Функциональные нарушения различных компонентов циклазного каскада носят отчетливый региональный характер (больше в тех структурах, которые вовлечены в системы вознаграждения), периода и способа наркотизации, химической структуры аддиктивного агента и других факторов.

Р.Тервиллиджер и др. [45] показали, что наркотизация крыс морфином сопровождалась достоверным повышением активности аденилатциклазы и цАМФ-зависимой протеинкиназы в прилежащем ядре, голубом пятне, миндалине и таламусе. В гиппокампе, мозжечке, черной субстанции, вентральной области покрышки и в околопроводном сером веществе изучаемые показатели оставались в пределах нормы. Значительно изменялись уровни G-белков. Так, в прилежащем ядре отмечено понижение содержания G_iальфа, а уровни белков G_оальфа, G_sальфа и G_бета не изменялись. В миндалине возрастали концентрации G_iальфа- и G_оальфа-белков, в то время как содержание G_sальфа и G_бета было стабильным. В таламусе изучаемые показатели не отличались от контрольных. Авторы полагают, что выявленные сдвиги могут быть вовлечены в механизмы наркотической толерантности, зависимости и абстинентного синдрома. Это подтверждается сходными изменениями аденилатциклазной системы при наркотизации животных другим аддиктивным веществом - кокаином. Препараты, не обладающие наркогенным эффектом (галоперидол, имипримин, флуоксетин, клонидин) в аналогичных условиях эксперимента не влияли на изучаемые показатели.

Героин вызывал сходные изменения некоторых элементов системы цАМФ. Так, в прилежащем ядре крыс, получавших этот наркотик, выявлялось повышение активности растворимой и мембраносвязанной протеинкиназы. Напротив, иммунореактивность, относящаяся к гуаниннуклеотидсвязывающему белку G_iальфа, достоверно понижалась. В черной субстанции, стриатуме изучаемые показатели не отличались от контрольных значений [41].

Одной из причин дезинтеграции аденилатциклазной системы при развитии толерантности может быть нарушение взаимодействия опиоидных рецепторов с соответствующими G-белками. Так, если нативные дельта-опиоидные рецепторы ассоциированы G_iальфа1-, G_iальфа3- и G_оальфа-белками, то в условиях воздействия агониста-наркотика они связываются с G-белком типа G_iальфа2 [19]. Сходные результаты получены и в опытах на других опиоидных рецепторах. Особое значение в развитии толерантности и зависимости придается способности рецепторов взаимодействовать с гуаниннуклеотидсвязывающим белком G_S.

Показано, что модификация активности определенных G-белков оказывает влияние на функциональное состояние систем вознаграждения. Например, локальное введение коклюшного токсина (ингибитор гуаниннуклеотидсвязывающих белков G_iальфа и G_оальфа) в прилежащее ядро крыс сопровождалось активацией поведения самовведения героина и кокаина [42].

Как известно, система циклического аденозинмонофосфата регулирует биохимические процессы в клетке посредством фосфорилирования белков-мишеней [46]. Можно предположить, что нарушения в циклазной системе при наркотизации могут быть причиной последующих изменений на уровне фосфорилирования. Конечный результат - дизрегуляторное влияние на пластические процессы, энергообеспечение клетки, ионные каналы, стабильность биологических мембран, функциональное состояние генома. Дезинтеграция многочисленных биохимических процессов может считаться основой формирования пристрастия, толерантности и абстинентного синдром. Если к этому добавить развивающиеся параллельно сдвиги в каскадах других вторичных мессенджеров (кальция, трифосфоинозитида, диацилглицерола, циклического гуанозинмонофосфата, оксида азота), то сложность патогенеза наркозависимостей неизмеримо возрастает.

Рис. 4. Схема взаимодействия опиоидных и дофаминергических систем вентральной области покрышки и прилежащего ядра [29].

Наиболее длительным нарушением считается дезадаптационная экспрессия определенных участков генома в ответ на поступление в организм агента, обладающего аддиктивным потенциалом. Такие изменения, даже после однократной инъекции, могут сохраняться несколько лет, а возможно - и всю жизнь [12].

Традиционно в патогенезе опиатной наркомании важное место отводили изменениям опиоидных рецепторов (десенсистизация, down-regulation), дезинтеграции связей "опиоидные рецепторы - системы вторичных посредников", нарушениям дофаминергических и катехоламинергических нейромедиаторных систем [18, 43, 44, 47, 48]. В последние годы внимание исследователей привлекают и другие нейрохимические системы, нарушения которых могут стать важным элементом патогенеза опиатной наркомании. Например, есть сведения о вовлечении в механизмы толерантности к опиатами каскада "N-метил-D-аспартатные рецепторы - оксид азота" [44, 49, 50]. Участие N-метил-D-аспартатных рецепторов (NMDA) и глутамата в механизмах толерантности к опиатам доказывается способностью антагонистов названных рецепторов модулировать состояние толерантности [44, 49]. В этом плане проявляют активность и агенты, тропные к участку связывания глицина [49]. Места рецептирования глицина в пределах NMDA-рецепторов играют важную роль в регуляции указанных нервных окончаний [51, 52]. Модуляция нейрональной активности посредством рецепторов N-метил-D-аспартата предполагает участие протеинкиназы С, оксида азота и системы циклического гуанозинмонофосфата. Есть данные о способности ингибиторов NO-синтазы (фермент, ответственный за синтез NO) и гуанилатциклазы влиять на толерантность к опиатам [49].

Одной из структур головного мозга, вовлеченных в развитие толерантности и физической зависимости, считается голубое пятно (locus coeruleus). Предполагается, что в голубом пятне в период формирования абстинентного синдрома активация NMDA нейромедиаторных систем происходит за счет усиления экзоцитоза глутамата, а этот процесс, в свою очередь, медиируется каппа-опиоидными рецепторами [50]. В этой связи поиск фармакологических средств, влияющих на процессы высвобождения глутамата, представляется весьма перспективным для современной наркологии [9, 53].

Менее определенно можно говорить о роли NMDA-рецепторов в модуляции систем вознаграждения при опиатной наркомании. Так, в nucleus accumbens эта система вовлечена в регуляцию поведения самовведения кокаина, но не героина [54].

Важным элементом патогенеза опиатной наркомании в последние годы рассматривают так называемую антиопиоидную систему, включающую неопиоидные пептиды FF, орфанин (ноцицептин) и Tyr-W-MIF-1 [34, 35, 55]. Но о практическом применении агентов, модулирующих эти системы, говорить, по-видимому, преждевременно.

III. Изменения генома при опиатной наркомании

Представления о мутагенной активности опиатов начали формироваться в 70-х годах 20-го столетия [56, 57]. В последующем были изучены повреждения хромосомного аппарата под действием опиатов на клеточных культурах, в опытах на животных [58, 59, 60]. Если согласиться с точкой зрения, что опиаты обладают мутагенной активностью, то остается вопрос: являются ли они первичными мутагенами, или их следует относить к промоторам, либо они обладают свойствами обоих классов?

Не менее важным элементом патогенеза опиатной наркомании является способность аддиктивных веществ инициировать экспрессию определенных участков генома. Структуральная идентификация кластеров генома, вовлеченных в экспрессию при опиатной наркомании, доказана в отношение рецепторов [61, 62, 63, 64, 65] и ферментов метаболизма нейромедиаторов [64, 66, 67, 68, 69], белков, вовлеченных в процессы экзоцитоза нейротрансмиттеров [70, 71, 72], а также ионных каналов [73, 74]. Опиаты способны индуцировать изменения экспрессии G-белков [75, 76, 77] и ферментов трансдукторных систем: аденилатциклазы, NO-синтазы, протеинкиназ [78, 79, 80]. Нарушения экспрессии генома выявлены для белков, имеющих отношение к пластическим процессам [81, 82, 83], системам детоксикации [84].

Работы последних лет свидетельствуют, что сдвиги экспрессии мРНК для многих белков зависят от ряда факторов: длительности наркотизации, вида экспериментальных животных, изучаемой структуры головного мозга, длительности абстинентного синдрома и пр. [61, 64, 67].

В качестве примера можно привести исследование японских авторов, посвященное оценке экспрессии гена препроэнкефалина в условиях наркотизации крыс морфином [69]. Содержание мРНК препроэнкефалина определяли в околопроводном сером веществе (ОСВ) - структуре головного мозга, вовлеченной в формирование физической зависимости при опиатной наркомании. Крысы Спрэйг-Доули 11 дней получали морфин в нарастающей дозе (40-160 мг/кг). Через 2 часа с момента последней инъекции наркотика вводился налоксон (5 мг/кг), что индуцировало синдром отмены (precipitated withdrawal). В ростральном ОСВ изучаемый показатель достоверно понижался через 4 часа после начала абстинентного синдрома, но к 12 часу он возвращался к исходному значению. В каудальном отделе околопроводного серого вещества наблюдалась иная картина: содержание мРНК было достоверно повышено в промежутке 4 часа - 2 дня абстиненции (общий срок наблюдения - 4 дня).

У второй группы животных концентрацию мРНК оценивали на протяжении 10 дней на фоне спонтанно развивающегося абстинентного синдрома. Оказалось, что в таких условиях эксперимента в ростральном ОСВ значения показателя не отличались от нормы, а в каудальном отделе структуры уровень мРНК препроэнкефалина был достоверно повышен с первых суток по третьи. По мнению авторов, выявленные изменения носят компенсаторный характер в ответ на ослабление энкефалинергической нейротрансмиссии в период наркотизации и абстинентного синдрома. При этом отмечается, что достаточно компактная структура околопроводное серое вещество в нейрохимическом и физиологическом отношениях является гетерогенной [69].

Не ясно, носят ли изменения экспрессии генома транзиторный характер и всегда ли они коррелируют с нарушениями функционального состояния соответствующих кластеров ДНК? Не всегда понятно: нарушения какого уровня передачи генетической информации являются решающими? Показано, например, что сдвиги экспрессии мРНК могут инициироваться как на уровне транскрипции, так и посредством посттранскрипционных механизмов [66, 81]. Известно, что при хронической наркотизации морфином возрастает активность тирозингидроксилазы - лимитирующего фермента синтеза катехоламинов. Эти изменения обнаружены в голубом пятне и в вентральной области покрышки - важных структурах системы вознаграждения. Причем, если в голубом пятне выявленный феномен коррелирует с изменениям экспрессии на уровне транскрипции, то в вентральной области покрышки его основой служат посттранскрипционные механизмы [66]. С другой стороны, морфин, вводимый в желудочки мозга, подавляет экспрессию орнитиндекарбоксилазы печени шестидневных крыс по обоим механизмам [81].

По видимому, в механизмы модуляции генома при опиатной наркомании вовлечены системы вторичных посредников. Так, циклический аденозинмонофосфат влияет на ДНК через специальный белок ssCRE-BP (single-stranded cyclic AMP response element-binding protein), на который, в свою очередь, действуют другие белки-регуляторы. Длительная наркотизация опиатами изменяет активность названной системы, свидетельствуя тем самым о важной роли таких сдвигов в механизмах толерантности и зависимости [85, 86, 87]. Нейрохимиками Университета Осака (Япония) ядерный фактор ssCRE-BP охарактеризован как полипептид с молекулярной массой 110-150 kDa. Он включает два домена, содержащих значительное число остатков глицина и глутамина. Выделена также мРНК, кодирующая изученный белок [87, 88]. Предполагается, что при опиатной наркомании и другие трансдукторные системы способны инициировать изменения функционального состояния генома посредством фосфорилирования белков-регуляторов.

Если исходить из классических представлений о структурно-метаболических комплексах клетки [89], можно утверждать, что при опиатной наркомании имеет место модуляция генов основных звеньев данной системы. Как следствие таких нарушений многие авторы рассматривают формирование толерантности, пристрастия и зависимости [61, 65, 68, 69, 82]. Так, нарушения экспрессии мРНК препроэнкефалина в ростро-каудальном околопроводном сером веществе коррелируют с симптомами синдрома отмены [69]. Дисфункция системы мРНК - мускариновые рецепторы М₂ в области сосудодвигательного центра крыс на пике абстиненции могут иметь отношение к формированию вегетативных нарушений при отмене опиатов [90].

Изменения экспрессии гена, кодирующего синтез ингибитора связывания (DBI, эндогенный лиганд бензодиазепиновых рецепторов), по мнению М. Катсуры и др. [91], в определенной степени объясняют явления тревожности, агрессивности, психотические сдвиги, наблюдающиеся в период абстинентного синдрома.

В механизмах толерантности и зависимости задействованы нарушения экспрессии мРНК, кодирующих синтез различных форм гуаниннуклеотидсвязывающих белков и протеинкиназ [80].

Сложнее экстраполировать данные о сдвигах содержания мРНК в плане формирования феномена пристрастия. Основная проблема - временные несоответствия между изменениями экспрессии генома и состоянием пристрастия - последний по длительности несопоставимо больше. Вероятно, ситуация будет проясняться в процессе накопления новой информации об изменениях функционального состояния генома, более глубокого изучения нарушений транскрипции, процессинга, сплайсинга и трансляции при опиатной наркомании. В формировании психической зависимости, несомненно, задействованы и механизмы долговременной памяти, реализующиеся на уровне генома. Это направление исследований представляется перспективным в плане реабилитации больных наркоманией.

Таким образом, нейрохимические исследования, посвященные патогенезу опиатной наркомании, являются бурно прогрессирующей областью современной медицины. Накапливающиеся научные факты расширяют представления о механизмах формирования толерантности, абстинентного синдрома, пристрастия. Это позволяет с определенным оптимизмом смотреть на перспективы лечения и реабилитации больных наркоманией.

1. Bharyava H.N.//Pharm. Rev. 1994. V.46. №3. P.293-324.
1. Macedo T.R., Ribeiro C.A., Morgadinho T., Abreu M.A.//Ann. N Y Acad. Sci. 1998. V.844. P.208-213.
2. Nutt D.J.//Lancet. 1996. V.347. №8993. P.31-36.
3. Stinus L., Nadaud D., Deminiere J.M. et al.//Biol. Psychiatry. 1989. V.26. №4. P.363-371.
4. Анохина И.П., Иванец Н.Н., Дробышева В.Я.//Вестник РАМН. 1998. № 7. С.29-37.
5. Сиволап Ю.П., Савченков В.А.//Журн. неврол. и психиатр. 1998. Т.98. №11. С.22-25.
6. Kreek M.J.//Res. Publ. Assoc. Res. Nerv. Ment. Dis. 1992. №70. P.205-230.
7. Landabaso M.A., Iraurgi I., Jimenez-Lerma J.M. et al.//Addiction. 1998. V.93. №5. P.739-744.
8. Rosen M.I., Pearsall H.R., Kosten T.R.//Drug Alcohol Depend. 1998. V.52. №2. P.173-176.
9. Yang G., Xu K., Luo Q.//Chung Hua I Hsueh Tsa Chin. 1996. V.76. №.2. P.141-144.
10. Gallimberti L., Cibin M., Pagnin P. et al.//Neuropsychopharmacology. 1993. V.9. №1. P.77-81.
11. Звартау Э.Э., Кузьмин А.В.//Анест. и реаниматол. 1996. №4. С.13-16.
12. Bunzow J.A., Zhang G., Bouvier C. et al.//J. Neurochem. 1995. V. 64. №1. P.14-24.
13. Minami M., Saton M.//Neurosci Res. 1995. V.23. №2. P.121-145.
14. Wang J.B., Imai Y., Eppler C.M. et al.// Proc. Nat. Acad. Sci. U S A. 1993. V.90. №21. P.10230-10234.
15. Zastawny R.L., George S.R., Nguyen T. et al.//J. Neurochem. 1994. V.62. №6. P.2099-2105.
16. Singh V.K., Bajpai K., Biswas S. et al.//Neuroimmunomodulation. 1997. V.4. №5-6. P.285-297.
17. Harrison C., Smart D., Lambert D.G.//Br. J. Anaesth. 1998. V.81. №1. P.20-28.
18. Jordan B., Devi L.A.//Br. J. Anaesth. 1998. V.81. №1. P.12-19.
19. Blake A.D., Bot G., Tallent M. et al.//Receptors Channels. 1997. V.5. №3-4. P.231-235.
20. Reisine T., Law S.F., Blake A., Tallent M.//Ann. N Y Acad. Sci. 1996. V.780. P.168-175.
21. Li J.G., Chen C., Yin J. et al.//Life Sci. 1999. V.65. №2. P.175-185.
22. Bot G., Blake A.D., Li S., Reisine T.//J. Neurochem. 1998. V.70. №1. P.358-365.
23. Mansour A., Taylor L.P., Fine J.L. et al.//J. Neurochem. 1997. V.68. №1. P.344-353.
24. Spivak C.E., Beglan C.L., Seidleck B.K. et al.//Mol. Pharmacol. 1997. V.52. №6. P.983-992.
25. Xu W., Ozdener F., Li J.G. et al.//FEBS Lett. 1999. V.447. №2-3. P.318-324.
26. Mestek A., Chen Y., Yu L.//NIDA Res. Monogr. 1996. №161. P.104-126.
27. Ашмарин И.П., Каменская М.А.//Нейропептиды в синаптической передаче/Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Физиология человека и животных. М., 1988. Т.34. 184 с.
28. Herz A.//Can. J. Physiol. and Pharmacol. 1998. V.76. №3. P.252-258.
29. Stefano G.B., Scharrer B., Smith E.M. et al.//Crit. Rev. Immunol. 1996. V.16. №2. P.109-44.
30. Sharp B.M., Roy S., Bidlack J.M.//J. Neuroimmunol. 1998. V.83. №1-2. P.45-56.
31. Hiramatsu M., Kameyama T.//Methods Find. Exp. Clin. Pharmacol. 1998. V.20. №7. P.595-599.
32. Pan Z.Z.//Trends Pharmacol. 1998. V.19. №3. P.94-98.
33. Darland T., Heinricher M.M., Grandy D.K.//Trends Neurosci. 1998. V.21. №5. P.215-221.
34. Meunier J.-C.//Eur. J. Pharmacol. 1997. V.340. №1. P.1-15.
35. Taylor F., Dickenson A.//Neuroreport. 1998. V.9. №12. P.R65-67.
36. Ueda H., Yamaguchi T., Tokuyama S. et al.//Neurosci. Lett. 1997. V.237. №2-3. P.136-138.
37. Звартау Э.Э.//Методология изучения наркотоксикоманий/Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Наркология. М., 1988. Т.1. 168 с.
38. Erickson C.K.//Alcohol and Alcoholism. 1996. V.31. Suppl. P.5-11.
39. Koob G.F., Roberts A.J., Schulteis G. et al.//Alcoholism: Clin. and Exp. Res. 1998. V.22. №1. P.3-8.
40. Self D.W., McClenahan A.W., Beitner-Johnson D. et al.//Synapse. 1995. V.21. №4. P.312-318.
41. Self D.W., Terwilliger R.Z., Nestler E.J., Stein L.//J. Neurosci. 1994. V.14. №10. P.6239-6247.
42. Suzuki T., Misawa W.//Nippon Yakurigaku Zasshi. 1997. V.109. №4. P.165-174.
43. Liaw W.J., Ho S.T., Wang J.J. et al.//Acta Anaesthesiol. Sin. 1996. V.34. №4. P.221-234.
44. Terwilliger R.Z., Beitner-Johnson D., Sevarino K.A. et al.//Brain Res. 1991. V.548. №1-2. P.100-110.
45. Kakiuchi S.//Asian Med. J. 1979. V.22. №7. P.426-439.
46. Ghosh S., Grasing K.//Neurochem Res. 1999. V.24. №1. P.95-107.
47. Wang G.J., Volkow N.D., Fowler J.S. et al.//Neuropsychopharmacology. 1997. V.16. №2. P.174-182.
48. Pasternak G.W., Kolesnikov Y.A., Babey A.M.// Neuropsychopharmacology. 1995. V.13. №4. P.309-313.
49. Zhu H., Rockhold R.W., Ho I.K.// Jpn. J. Pharmacol. 1998. V.76. №1. P.1-14.
50. Bhave S.V., Hoffman P.L.//J. Neurochem. 1997. V.68. №2. P.578-586.
51. Blevins T., Mirshahi T., Chandler L.J., Woodward J.J.//J. Neurochem. 1997. V.69. ¹ 6. P.2345-2354.
52. Koyuncuoglu H.//Int. J. Clin. Pharmacol. Ther. 1995. V.33. ¹ 1. P.13-19.
53. Pulvirenti L., Maldonado-Lopez R., Koob G.F.//Brain Res. 1992. V.594. ¹ 2. P.327-330.
54. Harrison L.M., Kastin A.J., Zadina J.E.//Peptides. 1997. V.19. ¹ 9. P.1603-1630.
55. Falek A.//Int. Pharmacopsychiatry. 1972. V.7. №1-4. P.214-224.
56. Gebhart E.//Fortschr. Med. 1979. V.7. №3. P.103-106.
57. Madden J.J., Falek A.//J. Addict. Dis. 1991. V.10. №1-2. P.229-238.
58. Sawant S.G., Couch D.B.//Environ. Mol. Mutagen. 1995. V.25. №4. P.279-283.
59. Shafer D.A., Xie Y., Falek A.// Environ. Mol. Mutagen. 1994. V.24. №1. P.37-44.
60. Georges F., Stinus L., Bloch B., Le Moine C.// Eur. J. Neurosci. 1999. V.11. №2. P.481-490.
61. Gies E.K., Peters D.M., Gelb C.R. et al.//Anesthesiology. 1997. V.87. №5. P.1127-1138.
62. Navarro M., Chowen J., Rocio A. et al.//Neuroreport. 1998. V.9. №15. P.3397-3402.
63. Wang X.M., Zhou Y., Spangler R. et al.//Mol. Brain Res. 1999. V.66. №1-2. P.184-187.
64. Zhu H., Jang C.G., Ma T. et al.//Eur. J. Pharmacol. 1999. V.365. №1. P.47-54.
65. Boundy V.A., Gold S.J., Messer C.J. et al.//J. Neurosci. 1998. V.18. №23. P.9989-9995.
66. Martin S., Manzanares J., Corchero J. et al.//Brain Res. 1999. V.821. №2. P.350-355.
67. Fukunaga Y., Inoue N., Miyamoto M. et al.//Jpn. J. Pharmacol. 1998. V.78. №4. P.455-461.
68. Fukunaga Y., Nishida S., Inoue N. et al.//Mol. Brain Res. 1998. V.55. №2. P.221-231.
69. Garcia M.M., Gilster J., Harlan R.E.//Brain Res. 1996. V.734. №1-2. P.123-134.
70. Lou L., Zhou T., Wang P., Pei G.//Mol. Pharmacol. 1999. V.55. №3. P.557-563.
71. Matus-Leibovitch N., Nevo I., Vogel Z.//Mol. Brain Res. 1997. V.45. №2. P.301-316.
72. Mackler S.A., Eberwine J.H.//Proc. Nat. Acad. Sci. U S A. 1994. V.91. №1. P.385-389.
73. Matus-Leibovitch N., Vogel Z., Ezra-Macabee V. et al.//Mol. Brain Res. 1996. V.40. №2. P.261-270.
74. Basheer R., Tempel A.//J. Neurosci. Res. 1993. V.36. №5. P.551-557.
75. Chetsawang B., Casalotti S.O., Phansuwan-Pujito P. et al.//Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. V.262. №3. P.775-780.
76. Eriksson P.S., Carlsson B., Isaksson O.G. et al.//Mol. Brain Res. 1992. V.14. №4. P.317-325.
77. Avidor-Reiss T., Nevo I., Levy R. et al.//J. Biol. Chem. 1996. V.271. №35. P.21309-21315.
78. Machelska H., Ziolkowska B., Mika J. et al.//Neuroreport. 1997. V.8. №12. P.2743-2447.
79. Ventayol P., Busquets X., Garcia-Sevilla J.A.//Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 1997. V.355. №4. P.491-500.
80. Bartolome J.V., Alicke B., Bartolome M.B.//Eur. J. Pharmacol. 1997. V.331. №2-3.. P.145-153.
81. Numan S., Lane-Ladd S.B., Zhang L. et al.//J. Neurosci. 1998. V.18. №24. P.10700-10708.
82. Polakiewicz R.D., Schieferl S.M., Gingras A.C. et al.//J. Biol. Chem. 1998. V.273. №36. P.23534-23541.
83. Smith S.A., Nagalla S.R., Andrews D.P., Olsen G.D.//Mol. Gen. Metab. 1999. V.68. №1. P.68-77.
84. Ding Y., Osugi T., Kuo C.H. et al.//Neurochem. Int. 1997. V.31. №1. P.45-54.
85. Maldonado R., Blendy J.A., Tzavara E. et al.//Science. 1996. V.273. №5275. P.657-659.
86. Osugi T., Ding Y., Tanaka H. et al.//FEBS Lett. 1996. V.391. №1-2. P.11-16.
87. Osugi T., Ding Y., Miki N.//Ann. N Y Acad. Sci. 1996. №801. P39-50.
88. Голиков С.Н., Саноцкий И.В., Тиунов Л.А.//Общие механизмы токсического действия. Л.:Медицина, 1986. 286 с.
89. Zhang L.C., Buccafusco J.J.//Brain Res. 1998. V.803. №1-2.P.114-121.
90. Katsura M., Hara A., Higo A. et al.//J. Neurochem. 1998. V.71. №6. P.2638-2641.